Komplexe Hämolymphzirkulationsmuster in den Flügeln von Heuschrecken

Communications Biology Band 6, Artikelnummer: 313 (2023) Diesen Artikel zitieren

1280 Zugriffe

27 Altmetrisch

Details zu den Metriken

Die lebenden Systeme eines Insekts – Kreislauf, Atmung und ein verzweigtes Nervensystem – erstrecken sich vom Körper bis in den Flügel. Die Zirkulation der Flügel-Hämolymphe ist entscheidend für die Hydratation des Gewebes und die Versorgung lebender Systeme wie Sinnesorgane entlang des Flügels mit Nährstoffen. Trotz der entscheidenden Rolle der Hämolymphzirkulation bei der Aufrechterhaltung einer gesunden Flügelfunktion werden Flügel oft als „leblose“ Kutikula betrachtet und die Strömungen bleiben weitgehend unquantifiziert. Hochgeschwindigkeits-Fluoreszenzmikroskopie und Partikelverfolgung der Hämolymphe in den Flügeln und im Körper der Heuschrecke Schistocerca americana zeigten einen dynamischen Fluss in jeder Vene der Vorder- und Hinterflügel. Das globale System bildet einen Kreislauf, das lokale Strömungsverhalten ist jedoch komplex und weist drei verschiedene Arten auf: pulsierende, aperiodische und „leckageartige“ Strömung. Brustflügelherzen ziehen Hämolymphe langsamer aus dem Flügel als das Rückengefäß; Allerdings ist die Geschwindigkeit der zurückkehrenden Hämolymphe (im Hinterflügel) schneller als im Rückengefäß. Um die interne Strömungsmechanik des Flügels zu charakterisieren, haben wir dimensionslose Strömungsparameter über die Flügel abgebildet und so viskose Strömungsregime aufgedeckt. Flügel unterstützen ökologisch wichtige Verhaltensweisen von Insekten wie Bestäubung und Migration. Die Analyse des Flügelkreislaufsystems bietet eine Vorlage für zukünftige Studien zur Untersuchung der kritischen Hämodynamik, die für die Aufrechterhaltung der Flügelgesundheit und des Insektenflugs erforderlich ist.

Insektenflügel werden oft als tote, leblose Nagelhaut betrachtet, aber ein funktionierender und gesunder Flügel ist untrennbar mit einem aktiven Kreislauf im Inneren verbunden1,2,3. Hämolymphe, das Blut eines Insekts, dient dazu, Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen, das Nerven- und Atmungssystem mit Nährstoffen zu versorgen und Zellen zu zirkulieren, die an der Immunfunktion beteiligt sind, und sorgt so für wichtige physiologische Funktionen bei allen Insekten4,5,6. Diese Systeme erstrecken sich auch in den Flügel hinein und verzweigen sich dort, so dass wie im Körper eine Ernährung durch Hämolymphe erforderlich ist7,8. Der Hämolymphfluss ist auch an der Entwicklung von Insekten beteiligt und dient als hydraulisches Werkzeug während des Wachstums, der Metamorphose, der Schlüpfung und der Flügelausdehnung9,10. Innerhalb des Flügels selbst ist die Zirkulation der Hämolymphe für lebende Organe und Sinnesstrukturen11 notwendig, wie zum Beispiel die Geruchsorgane auf den Flügeln von Lepidopteren8 und Tausende von Sinneshärchen, die über die Flügel der Libelle verteilt sind6,12,13. In Flügelvenen eingebettete Strukturgewebe wie Resilin14,15 sind auf die Hydratation der Hämolymphe angewiesen und verleihen dem benetzten, lebenden Flügel andere mechanische Eigenschaften als einem getrockneten, toten Flügel, was die wesentliche Rolle der Zirkulation für den Flug von Insekten zeigt16. Tatsächlich nimmt die Zähigkeit der Insektenkutikula unter Austrocknung drastisch ab17. Doch während die strukturellen und aerodynamischen Eigenschaften von Insektenflügeln relativ gut untersucht sind18, wurden die inneren, lebenden Systeme innerhalb der Flügel – und die Strömung, die sie versorgt – trotz ihrer entscheidenden Bedeutung für die Insektenökologie und -entwicklung weitgehend ignoriert.

Einige allgemeine Trends bezüglich der Zirkulation in den Flügeln sind gut verstanden. In 14 Insektenordnungen gibt es zwei Hauptströmungsmuster bei ruhenden Insekten: Kreisströmung (einseitig: kreislaufartig) und Gezeitenströmung (zweiseitig: in alle Adern gleichzeitig und dann heraus)7,19,20. Mückenflügel zum Beispiel weisen in ihren winzigen, millimetergroßen Flügeln einen kreisförmigen Fluss auf, der von einem unabhängigen Brustflügelherz angetrieben wird, das Hämolymphe pulsierend aus dem Flügel zieht21. Im Gegensatz dazu zeigen Schmetterlinge bei einigen Arten Gezeitenströmungen; Die riesige Atlasmotte (Attacus atlas) mit einer Flügelspannweite von 30 cm verwendet mehrere Brustflügelherzen, Brustluftsäcke und Luftröhren, die sich in die Venen erstrecken, um Hämolymphe durch alle Flügelvenen zu drücken und dann zu ziehen19. Kürzlich durchgeführte Arbeiten an kleineren Lepidopteren ergaben bei einer Art (Vanessa cardui) eine Gezeitenströmung, bei zwei anderen Arten (Satyrium caryaevorus und Parrhasius m-album) hingegen eine kreisförmige Strömung mit Dufterzeugungsorganen in ihren Flügeln8, was darauf hindeutet, dass Strömungsmuster dazu dienen könnten, bestimmte Flügelstrukturen zu bedienen .

Quantitative Analysen der Hämolymphzirkulation innerhalb der Flügel sind jedoch noch rar, insbesondere solche, die das lokale Strömungsverhalten innerhalb der Venen identifizieren. Frühere Studien konzentrierten sich auf qualitative oder Bulk-Flow-Messungen bei ruhenden Insekten12,20,22. Die Messung der Flüssigkeitsbewegung in den Flügelvenen von Insekten ist eine schwierige Aufgabe, selbst in einem stationären Flügel1. Im letzten Jahrzehnt hat der zunehmende Einsatz von injizierten fluoreszierenden Farbstoffen oder Partikeln sowie Hochgeschwindigkeitsvideos detailliertere Messungen des Hämolymphflusses bei ruhenden Insekten ermöglicht1,12,21,23,24. Solche Werkzeuge haben gezeigt, dass bei der Mücke Anopheles gambiae die Hämolymphe mit einer langsameren Geschwindigkeit (99 μm pro Sekunde) in den Flügel eintritt und mit einer viel schnelleren Geschwindigkeit (458 μm pro Sekunde) zum Körper zurückkehrt, was einem Unterschied von ~4,5×21 entspricht. Erhöhte Rechenressourcen haben dynamische 3D-Modelle der Strömung in Schlagflügeln ermöglicht, was darauf hindeutet, dass das Vorhandensein von Hämolymphe aerodynamische Instabilitäten wie Flattern reduziert25. Kürzlich haben kombinierte experimentelle und analytische Modellierungen gezeigt, dass das Flattern schnellere Hämolymphströme innerhalb des Flügels hervorrufen kann als die, die im Ruhezustand beobachtet werden12, aber die Methode führte bei der Mehrzahl der Insekten zu hoher Sterblichkeit und geringer Aktivität.

Darüber hinaus ist das Zirkulationsnetz selbst kein einfaches System einheitlicher Rohre. Die Venengröße kann innerhalb eines Flügels dramatisch variieren und sich sowohl von der Basis zur Spitze (über die Spannweite) als auch von Kante zu Kante (über die Flügelsehne) sowie je nach Art verjüngen, wobei sich der Durchmesser um fast drei Größenordnungen von 0,5 μm unterscheidet Mücken bis 300 μm bei großen Motten. Darüber hinaus werden einige Bereiche des Flügels über Wege mit Hämolymphe versorgt, die keine klaren kanalartigen Strukturen aufweisen, die durch Flügelvenen bereitgestellt werden (dh undichte Membranbereiche)7,26. Die kreisförmigen dufterzeugenden Flecken in den Flügeln von Lycaenid-Schmetterlingen (Eumaeini)8 können beispielsweise einen porösen Strömungswiderstand bieten, und es wird angenommen, dass das Pterostigma der Libelle, ein diskreter, rechteckiger Sinus an der Flügelspitze, reichlich Mengen davon enthält Hämolymphe26. Solche Elemente erhöhen die Komplexität der Zirkulation im Flügel und verhindern eine einfache mechanische Modellierung des Systems. Modelle liefern nicht nur grundlegende Einblicke in die physiologische Funktion, sondern sind auch für bioinspirierte oder biomimetische Technik notwendig, um eine effektivere Mikrofluidik zu erzeugen, die für ein breites Spektrum von Anwendungen wichtig ist, darunter Biosensoren, Geräte zur Medikamentenverabreichung und Labor-on-a- Chip-Geräte27,28,29.

Insgesamt besteht ein Mangel an Verständnis für spezifische Strömungsmuster in den Flügelvenen und wie sie sich auf die Geometrie des Blutkreislaufnetzes des Flügels auswirken. Diese Wissenslücke zwischen Beschreibung und quantitativem Fluss behindert unser Verständnis der wichtigen Rolle der Hämolymphe für das Insektenverhalten und die gesunde Flügelfunktion.

Hier verwendeten wir Hochgeschwindigkeits-Fluoreszenzpartikelmikroskopie, um die aktive Hämolymphzirkulation in den dicht geäderten Vorder- und Hinterflügeln sowie im Körper lebender, erwachsener amerikanischer Vogelheuschrecken (Schistocerca americana) in Ruhe zu beobachten, zu verfolgen und zu quantifizieren. Wir haben diese Art aufgrund ihrer Geschichte als Modellorganismus für Flugstudien ausgewählt; S. americana ist für seine Schäden an der Landwirtschaft bekannt, und seine Flügel und die damit eng verwandten Arten wurden im Hinblick auf Flügelbiomechanik, Schäden und strukturelle Eigenschaften untersucht30,31,32,33. Erwachsene Exemplare sind mittelgroß und weisen im Vergleich zu früheren Untersuchungen der Flügelzirkulation (z. B. Mücke und Atlasmotte) eine komplexere und dichtere Flügeladerung auf. Als ökologisch relevante Schädlingsart ist S. americana durch die Zusammenarbeit mit Einrichtungen des US-Landwirtschaftsministeriums (USDA) leicht verfügbar.

Wir haben zwei Hypothesen untersucht, die auf früheren Erkenntnissen über Mücken basieren, dem einzigen anderen Insekt, für das Flussraten bekannt sind21: (1) Hämolymphe durchquert jede Vene innerhalb eines Venennetzwerks, (2) Hämolymphe kehrt mit hoher Geschwindigkeit durch die Hinterkantenvenen zum Körper zurück schneller als beim Eintritt in den Flügel. Angesichts der zahlreichen Unbekannten darüber, wie in den Flügel eingebettete Strukturen oder Venenmuster mit dem Hämolymphfluss interagieren, haben wir auch zwei zusätzliche Fragen untersucht: (3) Ändern sich die Strömungsmuster abhängig von der Position innerhalb des Flügels? und (4) welche Rolle spielt der Fluss außerhalb umschlossener Venen innerhalb amorpher struktureller Nebenhöhlen? Abschließend haben wir die Dynamik unterschiedlichen Flüssigkeitsverhaltens charakterisiert, indem wir die dimensionslosen Reynolds-, Womersley- und Péclet-Zahlen im gesamten Flügel berechnet haben, was grundlegende Einblicke in die physikalischen Regeln lieferte, die seinen Kreislauffluss steuern.

Strukturell bestehen Insektenflügel aus chitinhaltigen, röhrenförmigen Adern und dünnen, membranösen Regionen5. Während Venen unterstützende Strukturen sind, sind sie auch Erweiterungen des offenen Kreislauf- und Luftröhrensystems (Abb. 1a), angetrieben durch Brustflügelherzen, die Hämolymphe durch einen Flügel ziehen (Abb. 1b). Hämolymphe hydratisiert Gewebe und Venen, die Trachealtuben enthalten (Abb. 1c). Das Trachealsystem, ein verzweigtes Netzwerk, dient dazu, Sauerstoff durch Diffusion und Advektion (Massenfluss) direkt an Gewebe im gesamten Körper und an den Gliedmaßen zu liefern34. Trachealäste erstrecken sich während der Entwicklung der Flügelpolster zunächst in das Flügelgewebe und sind in den meisten, aber nicht allen Flügelvenen erwachsener Tiere zu finden7,35. Es ist auch zu sehen, wie sich Luftröhren unter Hämolymphimpulsen zusammenziehen (Zusatzfilm 3), was eine mechanische Kopplung zwischen dem Kreislauf- und Atmungssystem zeigt19. In einigen Teilen des Flügels können Luftröhren den Fluss behindern (wie im Zusatzfilm 3), und wenn sich der Hämolymphfluss umkehrt, kann man beobachten, wie sich die Luftröhren ausdehnen.

a Dieser Cartoon zeigt die beiden Hauptflüssigkeitssysteme eines Insekts: das offene Kreislaufsystem (links) und das geschlossene Atmungssystem (rechts). In einem offenen Kreislaufsystem wird Hämolymphe (Insektenblut) üblicherweise über ein langes röhrenförmiges Herz, das sogenannte dorsale Gefäß, von hinten nach vorne gepumpt. Zusätzliche Herzen (d. h. Pumpen) im Brustkorb, sogenannte „Flügelherzen“, pumpen Blut aus den Flügeln40. Das Atmungssystem eines Insekts ist ein Netzwerk aus Trachealschläuchen und Luftsäcken, die Sauerstoff und Kohlendioxid durch Advektion und Diffusion direkt zu den Geweben transportieren (Abbildung ist repräsentativ)34. b In S. Americana haben Brustflügelherzen „Rückleitungskanäle“ (d. h. Skutellaäste), durch die die Hämolymphe den Flügel verlässt und zum Hauptherz zurückkehrt. Ein Querschnitt durch den Brustkorb zeigt, wie sich diese Brustflügelherzen dorsal über dem röhrenförmigen Hauptherz befinden. c Ein beispielhafter Querschnitt (nicht proportional) durch eine Vene zeigt (i) Hämolymphe, Trachealäste, Nerven und Venenwand2. Die erweiterten Ansichten (ii) und (iii) zeigen Nervenäste, die mit Propriozeptoren verbunden sind, und wie Hämolymphe und Trachealtuben Netzwerke im Inneren des Flügels bilden. Zeichnungen in b, c, inspiriert von Pass2,3.

Mithilfe von neutral auftriebsfähigen fluoreszierenden Partikeln und Hochgeschwindigkeitsvideos zeichneten wir Partikel auf, die synchron mit Hämozyten flossen und durch die Flügeladern an der Hinterkante in der Nähe der Flügelbasis in den Flügel befördert wurden (Abb. 2a–c, Zusatzfilm 1). Um Strömungen zu quantifizieren, verwendeten wir Verfolgungsmethoden, darunter (1) automatisierte multiparametrische Partikelverfolgung (Abb. 3a) und (2) halbautomatische Partikelverfolgung in Matlab (DLTdv5)36, um Hunderte von Partikeln im gesamten Flügel und Körper zu verfolgen (~ 800, siehe ergänzende Abbildung 1). Die zeitlich variierenden Positionsdaten dieser verfolgten Partikel wurden verwendet, um momentane Strömungsgeschwindigkeiten zu berechnen und Strömungsmuster bei ruhenden S. americana-Erwachsenen zu identifizieren (Abb. 2c). In Abb. 3a sind beispielhafte Strömungswege und die entsprechende mittlere Momentangeschwindigkeit aller sichtbaren Partikel in einer Reihe von Bildern dargestellt, die im Zeitverlauf gemessen wurden (für eine repräsentative Person). Partikelbewegungen erscheinen im Allgemeinen in Regionen, in denen Pulsatilität vorherrscht (z. B. Flügelbasis, Abb. 3a, Massenströmung), koordinierter als dort, wo sie nicht pulsatil sind (z. B. Flügelspitze, Abb. 3a, aperiodische Strömung). In den Flügelschemata von Abb. 2c gibt die Partikelposition die normalisierte Startposition der Verfolgung an, und die Clusterbildung zeigt an, dass mehrere Partikel innerhalb einer Region verfolgt wurden. In Abb. 2c (unten) sind die Partikel im Körper gejittert und stellen einen allgemeinen Tracking-Standort dar.

a Blick auf den dorsalen Brustkorb einer Heuschrecke unter einem Fluoreszenzmikroskop (links). Lebenden Insekten wurden neutral schwimmfähige fluoreszierende Partikel injiziert. Vor der Bildgebung und Partikelinjektion wurde S. americana kurz mit Kohlendioxid betäubt und schnell mit Modelliermasse fixiert; Die Flügel wurden zwischen zwei Glasobjektträgern ausgebreitet (blaues Licht zeigt Fluoreszenz an). b Die Rückenansicht zeigt die Lage der Brustflügelherzen und der Rückleitungen zur Flügelherzpumpe. Das Rückengefäß dominiert das Pumpen der Hämolymphe innerhalb eines Insekts, kann die Hämolymphe jedoch nicht ohne die Unterstützung der Brustflügelherzen, die die Hämolymphe aus den Flügeln pumpen, in die Flügel zirkulieren lassen. c Flügelkarte (normalisierte Koordinaten) aller Partikel (insgesamt 500), die bei 8 erwachsenen Heuschrecken sowohl im Vorder- als auch im Hinterflügel (insgesamt 16 Flügel) verfolgt und quantifiziert wurden. Körperkarte der gemessenen Partikel (insgesamt 300) im gesamten Körper.

a Wir haben die multiparametrische Partikelverfolgung verwendet, um die Massenbewegung von Partikeln zu erfassen, was die Verfolgung einer großen Anzahl von Partikeln ermöglicht. Die Strömung in der Nähe der Flügelbasis (Massenströmung) weist eine deutliche Pulsatilität auf (über Individuen hinweg), wohingegen die Strömung in Regionen wie der Flügelspitze (Gitterregion) mehr Knotenpunkte durchquert und die Muster weniger periodisch sind (aperiodische Sprünge deuten auf eine zu lange Reise zwischen sich kreuzenden Adern hin). Venen). Diese Beispieldiagramme zeigen die Vertikalgeschwindigkeit (y-Komponente) für Hunderte von Partikeln innerhalb einer Region für eine repräsentative Person (sowohl oben als auch unten). b Die Flügelmaße wurden basierend auf der Lage und Struktur der Adern in fünf Regionen (links) eingeteilt: (1) Vorderkante (rosa, Costa bis Subcosta), (2) Membran (rot, Subcosta bis Radius), (3) Flügelspitze (dunkel). blau, radialer Sektor zum Medius), (4), Gitter (gelb, Medius zum Post-Cubitus) und (5) Hinterkante (hellgrün, Post-Cubitus zum Vannal-Bereich). Die Beschriftung folgt der Nomenklatur für lange Adern (kurze Adern sind normalerweise unbenannt). c Die Gesamtströmung im Flügel erwies sich als kreisförmig, wobei sich die Hämolymphe durch die Venen C, Sc und R in den Flügel und über die Venen Cu und V aus dem Flügel bewegte37. d In Anlehnung an Arnolds (1964)7 Flügelzeichnungen stellen handgezeichnete Vektoren das Verhalten der Hämolymphe dar (basierend auf einer Tracking-Analyse). Die Verfolgung fluoreszierender Partikel zeigt, dass sich die Strömung in drei Modi verhält: pulsierend (Doppelpfeil), leckend (gekrümmter Pfeil) und aperiodisch (gerader Pfeil). Beispiele für Vorderflügeladerung (i.–v.) und Hinterflügelvenation (vi.–x.) in jeder der fünf Regionen. Flügeladern: C – Costa, Sc – Subcosta, R – Radius, Rs – Radiussektor, M – Medius, Cu – Cubitus, PCu – Post Cubitus, V – Vannal.

Der Vorderflügel von Heuschrecken, das Tegmen, ist eine verdickte, halblederartige Struktur, die den größeren Hinterflügel bedeckt (2,5-mal größere Fläche), der im Ruhezustand des Insekts wie ein gewellter Fächer unter dem Vorderflügel gefaltet ist37. Beide Flügel sind dicht geädert und enthalten Längsadern, die sich von der Basis bis zur Spitze erstrecken und durch zahlreiche kürzere Queradern miteinander verbunden sind (Abb. 3b). Besonders nahe der Flügelbasis im Vorderkantenbereich des Vorderflügels haben die Flügeladern keinen gleichmäßig kreisförmigen Querschnitt, sondern erscheinen abgeflacht und flach und sind durch viele S-förmige Queradern miteinander verbunden. Es wurde aufgezeichnet, dass Partikel in dieser Region neben Hämozyten strömten (Zusatzfilm 1).

Wir haben bestätigt, dass die Hämolymphe alle Venen, einschließlich Quervenen und bestimmte Bereiche der Flügelmembran, innerhalb des Flügelnetzes der Heuschrecke durchquert (Ergänzungsfilme 1–6), sogar bis zu den Rändern der Flügel, wo Venen am wahrscheinlichsten beschädigt werden38 (Abb . 3c, d).

Die Struktur und das Muster der Venen entlang des Flügels beeinflussen, wie sich die Hämolymphe durch den Flügel bewegt. Da die Wechselwirkungen zwischen Flügelstruktur und Strömung bisher nicht untersucht wurden, haben wir anhand struktureller Ähnlichkeiten zwischen den Flügeln fünf verschiedene Flügelregionen identifiziert, in denen wir die lokalen Strömungseigenschaften beurteilten (Abb. 3b). Zu diesen Regionen gehören: (1) Vorderkante (Adern mit dem größten Durchmesser), (2) Membran (ein großer Sinus zwischen den Flügelschichten nahe der Vorderkante), (3) Flügelspitze (Adern mit kleinem Durchmesser, stark miteinander verbunden), ( 4) Gitter (meist orthogonal verbundene Adern) und (5) Hinterkante (Adern mit größerem Durchmesser) (Abb. 3b–d).

Um die Hämolymphgeschwindigkeit an verschiedenen Orten zu analysieren, berechneten wir die momentanen maximalen und mittleren Partikelgeschwindigkeiten über die fünf Flügelregionen (Abb. 4a, b, siehe Berechnungsmethoden und ergänzende Abb. 1). Insgesamt sind die Strömungsgeschwindigkeiten im Hinterflügel höher (Abb. 4a). Innerhalb jedes Flügels treten die höchsten Spitzenströmungsgeschwindigkeiten in Bereichen nahe der Flügelbasis auf; Im Vorder- und Hinterflügel treten die höchsten Spitzengeschwindigkeiten im Bereich der Hinterkante auf (wo die Brustflügelherzen Hämolymphe durch den Skutellalast und den Hilfsstrang aus dem Flügel ziehen). Zur Charakterisierung typischer Strömungsgeschwindigkeiten wurden auch mittlere Strömungsgeschwindigkeiten berechnet; Diese Werte zeigen ähnliche Trends (Abb. 4b), jedoch mit geringeren Unterschieden zwischen den Regionen (ergänzende Abb. 1).

a und b Maximale und mittlere Geschwindigkeiten pro Flügelregion. Schnellere Strömungen treten an der Hinterkante des Vorderflügels und der Vorderkante des Hinterflügels auf. c Durchschnittlicher Venenradius pro Region (n = 25 gemessene Venenradien und Durchschnittswert). d Durchschnittliche Péclet-Zahl für jede Region, wobei der Diffusionskoeffizient DO2 für Sauerstoff im Wasser gilt. e Die durchschnittliche Pulsfrequenz, berechnet aus einer Anzahl von Geschwindigkeitsspitzen über die Zeit (rechts von e), steigt an der Hinterkante an. f Die durchschnittliche Reynolds-Zahl, träge gegenüber viskosen Kräften, beschreibt ein viskoses Strömungsregime in allen Regionen (1<). g Die durchschnittliche Womersley-Zahl, Pulsatilität gegenüber viskosen Strömungen, beschreibt eine Strömung, die der von Venolen ähnelt42. Die Flugbahnen der Partikel wurden auf einem normalisierten Flügelkoordinatensystem platziert (n = 8 einzelne Heuschrecken und 500 digitalisierte Partikel).

Strukturell gesehen haben die Venen in den Vorder- und Hinterkantenregionen des Vorder- und Hinterflügels einen größeren Durchmesser als diejenigen in den Spitzen-, Gitter- und Membranregionen. An der Flügelspitze folgt die Strömung der Umfangsader und beginnt, sich entlang der Flügelsehne hinunter in die Gitter- und Hinterkantenbereiche zu bewegen. Sowohl im Vorder- als auch im Hinterflügel verlangsamt sich der Hämolymphfluss im Bereich der Flügelspitze erheblich (Abb. 4a, b) und nimmt im Bereich der Hinterkante wieder zu. Im Hinterflügel dienen die fächerförmigen Analvenen im Bereich der Hinterkante als lange Leitungen (mit weniger zu durchquerenden Verbindungsstellen), die alle in dieselbe Rückleitung (d. h. Hilfsstrang) münden, wo der Fluss durch die hintere Brustwirbelsäule herausgezogen wird Flügelherz (Abb. 2b, Zusatzfilm 6).

Obwohl der Massenfluss innerhalb der Flügel einer Heuschrecke als einseitiger Kreislauf beschrieben werden kann, bei dem die Hämolymphe über die Vorderkantenvenen eindringt und aus den Hinterkantenvenen austritt (Abb. 3c, Zusatzfilme 1 und 6), ist das lokale Strömungsverhalten innerhalb der Venen komplex und komplex zeitveränderlich. Hämolymphe bewegt sich nicht auf einfachen, vorgegebenen Wegen durch den Flügel, sondern kann an jeder beliebigen Venenverbindung und zu jedem bestimmten Zeitpunkt eines von mehreren lokalen Strömungsverhalten zeigen (Abb. 3d). Insbesondere beobachteten wir bei der Messung und Verfolgung der aktiven Hämolymphzirkulation in jeder Vene im Vorder- und Hinterflügel drei unterschiedliche lokale Strömungsverhalten: pulsierende, aperiodische oder undichte Strömung (Ergänzungsfilme 1–6), die im Folgenden ausführlich beschrieben werden. Kombinationen dieser Arten von Strömungsverhalten können in vielen Flügelregionen gefunden werden, und das Auftreten einiger lokaler Verhaltensweisen scheint eine Funktion der Nähe zum Körper und den damit verbundenen Pumporganen zu sein (Abb. 3d).

Hämolymphe wird aus dem Vorder- und Hinterflügel nahe der Hinterkante durch das jeweilige Brustflügelherz jedes Flügels gepumpt (Abb. 2b, Zusatzfilm 8), und Hämolymphe fließt aus dem Brustraum in den Flügel und tritt durch die größten Vorderkantenvenen ein Costa, Subcosta und Radius. Diese Brustströme werden auch durch die Atmung der Brustluftsäcke beeinflusst. Insgesamt ergibt sich sowohl im Vorder- als auch im Hinterflügel ein umlaufendes Strömungsmuster (Abb. 3c). Innerhalb des Flügels fließt die Hämolymphe in körpernahen Regionen schneller und in Regionen zur Flügelspitze hin langsamer. Diese höheren Geschwindigkeiten können auf die Nähe zu den Hauptpumporganen zurückzuführen sein oder möglicherweise auf funktionelle Anforderungen für eine stärkere Hydratation am Flügelscharnier, die mit den dicken Resilinschichten korrelieren39.

Dieses zirkulierende Strömungsmuster ähnelt dem bei Mücken beobachteten21. Allerdings ist die relative Größe zwischen dem Einströmen (in den Flügel) und dem Ausströmen (Rückkehr zum Körper) weitaus weniger verzerrt. Die maximalen Strömungsgeschwindigkeiten in diesen Heuschreckenflügeln liegen zwischen 0,5 und 2,6 mm/s (Abb. 4a), wobei das Verhältnis zwischen Flügeleinwärts und Flügelaustritt im Vorder- und Hinterflügel 1,5 bzw. 1,3 beträgt. Im Vergleich dazu beträgt das Ein-/Aus-Flussverhältnis bei ruhenden Mücken (A. gambiae) 4,6, wobei der Unterschied möglicherweise mit der Struktur des Brustflügelherzens zusammenhängt: Bei Mücken ist das Brustflügelherz vom Rückengefäß getrennt21 und arbeitet dort eine unabhängige Frequenz von 3 Hz, während bei Heuschrecken die Brustflügelherzen als modifiziertes Rückengefäßgewebe vorliegen, das direkt über dem Rückengefäß befestigt ist (Abb. 1b)40. Insgesamt erfolgt die Rückkehr der Hämolymphe in den Körper bei Mücken viel schneller als bei Heuschrecken.

Die Strömung ist in weiten Teilen des Flügels pulsierend (Zusatzfilme 2 und 6), wobei die Partikel vorwärts pulsieren und dann für eine kürzere Distanz anhalten oder ihre Richtung umkehren (0,21–0,81 Hz, Abb. 4e). Infolgedessen kann sich die Hämolymphe an vielen Venenverbindungen in zwei oder mehr alternative Richtungen bewegen, und in einigen kleineren Venen kann der Fluss als Gezeitenbewegung erscheinen (Zusatzfilm 5). Bei vielen Insektenflügeln haben die Adern an der Vorderkante einen relativ größeren Durchmesser und neigen dazu, über die Spannweite und die Flügelsehne (dh entlang der Länge und Breite des Flügels) abzunehmen. Wir fanden heraus, dass die Pulsatilität die Hämolymphenbewegung an der Vorder- und Hinterkante der Vorder- und Hinterflügel dominiert, wo die Venen einen größeren Durchmesser haben (170–250 μm als in den Spitzen- und Gitterbereichen des Flügels). Ungefähr synchron mit der Herzpulsfrequenz des Vorderflügels von 0,64 Hz pulsiert der durchschnittliche Hämolymphfluss im Vorderflügel mit ungefähr 0,56 Hz innerhalb der Venen hin und her (5c, Zusatzfilm 8), wobei sich die Nettobewegung schließlich in Richtung der Flügelspitze und durch das Kreuz nach unten fortsetzt -Adern. Die Pulsation am Flügelscharnier ist unregelmäßig und unterliegt der Atmung der Brustluftsäcke. Aufgrund von Strömungseinschränkungen im Venennetz stimmt sie nicht mit der Flügelpulsatilität überein. Die Pulsfrequenz (dh „Pulsatilität“) zeigt zyklische Änderungen der Hämolymphgeschwindigkeit an, die durch Zählen der Geschwindigkeitsspitzen in einer Geschwindigkeitskurve quantifiziert werden (siehe Abschnitt „Methoden“). Da wir die Kontraktion des Rückens oder des Flügelherzens nicht direkt gemessen haben, können wir keine Rückschlüsse auf Zusammenhänge zwischen der Pulsatilität des Flusses in den Flügelvenen und den genauen Hubzyklen dieser Pumpen ziehen.

Aperiodischer Fluss tritt auf, wenn sich Partikel kontinuierlich (ohne anzuhalten) in eine Richtung bewegen; Die Geschwindigkeit kann synchron mit dem Pulsieren der Hämolymphe zunehmen und abnehmen, die Partikel hören jedoch nie vollständig auf (Abb. 3a). Wir beobachteten eine aperiodische Strömung sowie eine pulsierende Strömung in den verbleibenden drei Flügelregionen – der Flügelspitze, dem Gitter und der Hinterkantenregion (Ergänzungsfilme 4–6) (Abb. 3d, iii/viii, iv/ix und v). /X). Die Pulsation wird tendenziell im Bereich der Flügelspitze und des Flügelgitters gedämpft, wobei sich die Strömung häufiger kontinuierlich in Richtung der Hinterkante bewegt, wohingegen pulsierende Strömung häufiger im Bereich der Hinterkante der Vorder- und Hinterflügel auftritt, wo Hämolymphe abgepumpt wird des Flügels.

Leaky Flow, ein Fließverhalten in Insektenflügeln, das bereits qualitativ beobachtet26, aber nicht quantifiziert wurde, tritt auf, wenn sich Partikel aus den Flügelvenen in eine angrenzende Membranregion (eine große Sinusregion) bewegen und schließlich in die Venen zurückfließen, die die Sinus umgeben (Zusatzfilme 2 und 3). Im „Membran“-Bereich des Flügels (Abb. 3b, d, ii/vii), der etwa zwei Drittel der Flügelspannweite und zur Vorderkante hin liegt, fließt Hämolymphe aus den Vorderkantenvenen (Costa, Subcosta, und Radius) und in den taschenartigen membranösen Sinus (Zusatzfilme 2 und 3). Hämolymphe sammelt sich in diesem Membran-Sinus des Pseudostigmas in beiden Flügeln (Zusatzfilme 2 und 3), versorgt durch undichte Venen. Dieser Begriff stellt zwar eine „Art“ der Strömung dar, spiegelt aber auch wider, wie sich Regionen strukturell unterscheiden. Nicht alle Teile des Flügels ermöglichen eine undichte Strömung (d. h. eine Strömung in der Membran), und dies hängt von der Venenstruktur ab und davon, ob sie vollständig röhrenförmig oder flach, U-förmig ist oder Poren hat, die eine Leckage ermöglichen (Ergänzungsfilme 2 und 3). In undichten Regionen können jedoch sowohl pulsierendes als auch aperiodisches Verhalten auftreten (Abb. 3d, i/vi und ii/vii, Zusatzfilme 1–3). Partikel, die sich in dieser Region von der Vene zur Membran bewegten, zeigten ähnliche Geschwindigkeiten wie in den röhrenförmigen Venen der Vorderkante.

Auch bei einigen anderen Insektenflügeln kommt es zu Undichtigkeiten in den Pseudonarben26. Es wird angenommen, dass diese „falschen Nebenhöhlen“ Bereiche von potenzieller aerodynamischer Bedeutung sind, in denen die zusätzliche Masse an der Vorderkante als „Trägheitsregler“ der Flügelneigung während des Schlagflugs wirken kann26,41. Undichtigkeit ist nicht auf Pseudostigmata beschränkt und kann auch im ledrigen Tegmen oder Elytra (d. h. veränderten Vorderflügeln von Käfern) vorhanden sein, wo röhrenförmige Venen auf einem Großteil des Flügels fehlen7. Im Gegensatz dazu weisen Libellen einen „echten“ Sinus in Form des Pterostigmas auf, einem verdickten, rechteckigen Stück Kutikula nahe der Vorderkante des Flügels, das einen Sinus bildet, in dem sich Hämolymphe sammelt.

Ein Insektenflügel ist im Wesentlichen ein mikrofluidisches Gerät, das Hämozyten und andere Hämolymphfaktoren im gesamten Flügel sortiert. Um seine Effizienz und mögliche Anwendungen für bioinspirierte Geräte zu verstehen, haben wir mehrere wichtige dimensionslose Strömungsparameter berechnet. Wir haben Strömungsregime in Flügelregionen charakterisiert, indem wir die folgenden dimensionslosen Zahlen pro Partikelflugbahn berechnet und dann Durchschnittswerte pro Region dargestellt haben: Péclet-Zahl (Pe, das Verhältnis von advektivem zu diffusivem Transport; Abb. 4d), Reynolds-Zahl (Re, Verhältnis von Trägheit). zu viskosen Strömungen; Abb. 4f) und Womersley-Zahl (Wo, das Verhältnis der Pulsatilität in Bezug auf Viskositätseffekte; Abb. 4g). Schließlich haben wir die Pulsfrequenz (Abb. 4e) als Maß für das Pumpen gemessen (obwohl das Pumpen nicht direkt gemessen wurde), um die Pulsatilität von Strömungen zu charakterisieren.

Pe (Abb. 4d) hat zwischen den Flügelregionen eine ähnliche Größe, mit Ausnahme der Hinterkante des Vorderflügels, wo es etwas höher ist, und der Flügelspitze, wo es nahe bei 1 liegt. Pulsfrequenz (Abb. 4e), gemessen als Anzahl der Geschwindigkeitsspitzen über die Zeit, ist in Bereichen des Flügels am höchsten, in denen die Strömung zum Körper zurückfließt, beispielsweise im Hinterkantenbereich (0,04 und 0,03 Hz). Re (Abb. 4f) ist zwischen den Flügelregionen ähnlich, aber im Hinterkantenbereich des Hinterflügels steigt es um fast eine Größenordnung (niedrigstes Re – 0,01 bis höchstes Re – 0,09), wo Hämolymphe in den Körper zurückgepumpt wird. Hier wird die Strömung von viskosen Effekten dominiert, und dieser Anstieg im Vergleich zum Rest des Flügels unterstreicht die Bedeutung der thorakalen Pumporgane für die Flügelzirkulation. Wo (Abb. 4g) ist in allen Flügelregionen ähnlich, mit Ausnahme einer deutlichen Abnahme an der Flügelspitze, wo Strömung und Pulsatilität tendenziell langsamer werden (Abb. 5g). Im Vergleich zum menschlichen Körper hat der Hämolymphfluss in beiden Flügeln ein ähnliches Wo wie in Arteriolen und Venolen42.

a–c Durchschnitte der maximalen momentanen Teilchengeschwindigkeiten, der momentanen mittleren Geschwindigkeiten und der Pulsfrequenzen über den Körper und die Flügel, zusammen mit Box- und Whisker-Plots (Median in Orange) der Partikeldaten (Berechnung siehe Abschnitt „Methoden“). In a und b sind die Strömungen im Körper schneller als in den Flügeln. c Die durchschnittliche Pulsfrequenz (wie in Abb. 4e berechnet) zeigt, dass das Pumpen im Rückengefäß mit 2,1 Hz am höchsten ist, im Vergleich zum Scutellarast (SCUT) mit 0,64 Hz (Rückflussleitung) und in Flügelbereichen, die ähnliche Frequenzen aufweisen. FW-HGE zeigt Brustströme in der Nähe des Hinterflügelscharniers an. Maßstabsleiste: 5 mm. Für jedes Kästchen ist die mittlere Markierung der Median und die unteren/oberen Kanten geben das 25. und 75. Perzentil an. Schnurrhaare erstrecken sich bis zu extremen Datenpunkten (n = 8 einzelne Heuschrecken und 500 digitalisierte Partikel innerhalb der Flügel, 300 Partikel innerhalb des Körpers).

Die im Brustkorb und im Rest des Körpers gemessenen Strömungsgeschwindigkeiten waren viel höher als die in den Flügeln (Abb. 5). Die Strömungen im Thorax in der Nähe des Flügelscharniers (dh FW und HW HGE) waren unregelmäßig, mit einer Vermischung der einströmenden Hämolymphe mit der Hämolymphe in der Brusthöhle. Die Verbindung zwischen dem Scharnier und dem Eintritt in die Flügelvenenkanäle ist komplex, wobei die Strömung wahrscheinlich durch die Brustluftsäcke beeinflusst wird (daher auch ein Unterschied in der Pulsfrequenz). Dies spiegelt sich in den hohen Geschwindigkeiten von 1,8 und 2,5 mm/s wider, die in den Flügelscharnierbereichen beobachtet werden (Abb. 5a). Das dorsale Gefäß und die Skutellaäste (Abb. 2b, Zusatzfilm 7) zeigten beide deutlich höhere Strömungsgeschwindigkeiten (Abb. 5a, b) als diejenigen, die im Vorder-, Hinterflügel- oder Hinterflügelscharnier gemessen wurden (gepaarter t-Test, P < 0,001). . Die Strömungsgeschwindigkeiten im Abdomen waren ebenfalls höher als die im Vorder-, Hinterflügel- und Hinterflügelscharnier, wohingegen sich die Strömungen im Pronotum (einem schützenden Halskragen) statistisch nicht von anderen untersuchten Regionen unterschieden, mit Ausnahme des Skutellalasts (gepaarter T-Test). , P < 0,05).

Aufgrund der Rolle, die die Pumporgane beim Antrieb des Hämolymphflusses spielen, ähneln Unterschiede in der Pulsfrequenz (dh Pulsatilität) zwischen den untersuchten Regionen des Körpers und der Flügel den Trends, die bei der Flussgeschwindigkeit beobachtet werden (Abb. 5c). Wir haben eine mittlere Pulsfrequenz von 2,1 Hz im Rückengefäß gemessen, was etwa 3x höher ist als die Pulsfrequenz von 0,64 Hz, gemessen in den Rückleitungen vom Flügel (Skutellaäste). Diese Rückkehrfrequenz ist etwas höher als zuvor gemessene Pumpfrequenzen der Rückengefäße bei Schistocerca (0,92 Hz)43, aber die Herzfrequenz bei Insekten kann je nach anderen Faktoren wie Temperatur, Körpergröße und der Tatsache, dass das Insekt mit ausgebreiteten Flügeln gehalten wird, variieren Direkte Vergleiche zwischen Studien sind nicht gerechtfertigt. Die Pulsfrequenzen (dh die Pumpfrequenz) des Scutellarastes, der Flügelscharniere und der Flügel unterscheiden sich nicht wesentlich (Abb. 5c, gepaarter t-Test). Die Ähnlichkeit des Hämolymphpulses zwischen diesen Regionen wird auch durch ähnliche Womersley-Werte bestätigt, die für die Vorder- und Hinterflügelregionen in der Nähe der Scharniere berechnet wurden (Abb. 4g). Die Durchschnittswerte zwischen den Flügeln geben möglicherweise mehr Aufschluss über die Struktur als über die Nähe zum Pumpen; Der Hinterflügel hat größere und längere Venenkanäle als die vielen Queradern des Vorderflügels.

Unsere Ergebnisse zeigen, dass Hämolymphe auf lokaler Ebene durch jede Vene innerhalb des Flügels zirkuliert, sogar durch die kleinsten Quervenen, und dass drei verschiedene Arten von lokalem Strömungsverhalten identifizierbar sind: pulsierender, aperiodischer und undichten Fluss. Bei der undichten Strömung entdeckten wir ein überraschendes Merkmal im Pseudostigmabereich des Flügels, wo Hämolymphe aus größeren Längsvenen fließt und sich in Membransinus sammelt (Zusatzfilme 2 und 3). Dies ist die erste Arbeit, die den qualitativen Beweis von Arnold aus dem Jahr 1963 für den Fluss in Pseduostigmen bei Insekten stützt26. Trotz des unkomplizierten Musters der kreisförmigen Strömung durch den gesamten Flügel ist das lokale Strömungsverhalten innerhalb einzelner Venen komplex und zeitlich variabel und kommt in jedem Bereich des Flügels in unterschiedlichen Kombinationen vor. Ein komplexer Umweg führt zu einer kritischen Frage: Sind diese lokalen Strömungsmuster beim Transport von Hämolymphe effizient? Die Verwendung von „effizient“ erfordert eine Unterscheidung. Zunächst wurden diese Messungen in ruhenden Flügeln durchgeführt; Strömungsmuster können im Flug völlig unterschiedlich sein (siehe Wang et al., 202112). Zweitens hängt die Effizienz von komplexen physiologischen Zusammenhängen ab, beispielsweise der Beziehung zwischen Strömung und dem Nervensystem des Flügels oder Strömung und erhöhter Atmung. Die Untersuchung dieser Zusammenhänge in weiteren Experimenten könnte erklären, wie sich die Flügelkreislaufsysteme verschiedener Insekten unterscheiden und wie die Effizienz zwischen Insekten mit unterschiedlichen sensorischen Bedürfnissen (z. B. flugunfähigen, aber geflügelten Insekten) variieren könnte.

Zukünftige Studien, die hochauflösende Röntgentomographie zur Visualisierung des inneren Venengewebes in beispielloser Detailgenauigkeit1 einbeziehen, würden genaue physikalische Messungen der Venenstruktur ermöglichen, die für eine genauere Modellierung des morphologischen Netzwerks verwendet werden könnten. Insbesondere erstreckt sich das Trachealnetzwerk innerhalb der Venen nicht auf alle Venen, aber wo es vorhanden ist, sollte seine Kompression und Wiederaufblähung die Hämolymphzirkulation beeinflussen. Einige Insektenordnungen, wie z. B. Lepidoptera, nutzen die Trachealerweiterung, um den Gezeitenfluss der Hämolymphe in und aus den Flügeln zu fördern, was ebenfalls nur bei Lepidoptera gemessen wurde19. Kürzlich haben Tsai und Kollegen die Veränderung der Kanalbreite innerhalb der Vene gemessen, wenn sich die Luftröhre zyklisch ausdehnte und zusammenzog8. Es ist erwähnenswert, dass Partikel und Hämozyten tatsächlich am Gewebe hängen bleiben und Luftröhren den Fluss behindern können (Beispiele finden Sie in den Zusatzfilmen 3 und 7), was eine weitere Untersuchung der Systemkopplung nahelegt. Zukünftige Arbeiten, die Fluoreszenzmikroskopie mit Elektromyographie, Drucksensoren und der Verfolgung der Trachealexpansion/-kompression kombinieren, würden eine umfassendere Modellierung des Kreislaufs ermöglichen, um Hypothesen zur Atmungs-Kreislauf-Kopplung zu testen44.

Darüber hinaus ist wenig darüber bekannt, wie Unterschiede in der Körpergröße, die sich bei Insektenarten über mehrere Größenordnungen erstrecken, und die ebenso großen Unterschiede in Lebensstrategien und Flugverhalten die Muster des Hämolymphflusses innerhalb der Flügel beeinflussen können. Beispielsweise könnte ein wanderndes Insekt wie ein Monarchfalter, der oft an Luftströmungen entlanggleitet und seine Energieeffizienz maximieren muss, um lange Strecken ohne Nahrungsaufnahme zurückzulegen, stattdessen von langsameren Flügel-Hämolymphströmen profitieren, die weniger aktives Pumpen erfordern. Darüber hinaus ist es wahrscheinlich, dass die Strömungsgeschwindigkeiten innerhalb von Insektenordnungen wie Lepidoptera, die große Unterschiede in Körpergröße und Venation aufweisen, stark variieren.

Im Flug könnte die Hämolymphe eine weitere funktionelle Rolle spielen; Das Schlagen führt zu einer schnelleren Hämolymphzirkulation innerhalb des Flügels12. Möglicherweise kann der Schlagflug die Effizienz des Kreislaufs beeinflussen, da er beschleunigt, wie schnell die Hämolymphe die Flügelspitze erreicht (siehe Wang et al., 2021)12. So wie es aussieht, bewegt sich der Hämolymphfluss in den stark pulsierenden Regionen, die am nächsten zum Flügelscharnier beobachtet werden, bei Heuschrecken möglicherweise nicht so schnell wie bei der Bewegung des Tieres. Individuen der Gattung Schistocerca nutzen während des Fluges einen „Regenschirmeffekt“, bei dem die Vorder- und Hinterflügel gegenphasig schlagen und die gewellten Hinterflügel sich aufblähen und sich bei jedem Flügelschlag flexibel verformen45,46. Ihre Pseudo-Stigma-Region verformt sich bei dieser dynamischen Bewegung ebenfalls und setzt wahrscheinlich Flüssigkeit auf beiden Seiten der Beugelinien unter Druck. Daher bewegt diese dynamische Bewegung, ähnlich den Messungen von Wang et al. (2021) bei Libellen12, die Hämolymphe wahrscheinlich schneller durch den Kreislauf. Welche Rolle spielt diese Flüssigkeit also beim Schlag- oder Gleitflug? Verursacht das Flattern überall auf dem Flügel eine Pulsatilität? Wie verändert sich das lokale Strömungsverhalten, wenn sich die Venen verformen und falten? Es ist wahrscheinlich, dass das mechanische Verhalten von Insektenflügeln nicht nur durch die Materialeigenschaften des Flügels und das Muster der stützenden Flügelvenen beeinflusst wird, sondern auch durch das Vorhandensein und möglicherweise die Bewegung von Hämolymphe in den Venen.

Im Wesentlichen kann ein Insektenflügel als mikrofluidisches Gerät mit weichem Körper betrachtet werden, das aus dünnen Membranen und Röhren besteht, das sich im Laufe der Zeit entwickelt und seine Form dynamisch verändert, sowohl während der Metamorphose als auch im Erwachsenenalter (insbesondere bei Arten, bei denen sich die erwachsenen Flügel falten können). Daher ist es wichtig, dieses Netzwerk mit einer Reihe dimensionsloser Strömungsparameter zu charakterisieren. Insektenflügel werden während der Ecdysis9 mit intakten Flügelvenennetzwerken entfaltet, ein Prozess, der neue Technologien auf dem Gebiet der Mikrofluidik inspirieren könnte47. Während der Metamorphose ist der erwachsene Flügel vollständig ausgebildet, bleibt jedoch zu einer komplexen, origamiähnlichen Struktur gefaltet, die beim Schlüpfen hydraulisch entfaltet werden muss. Dieser aktive Prozess, der bei vielen Insekten etwa 40–60 Minuten dauert, beruht auf dem Netzwerk aus röhrenförmigen Flügelvenen, um den Flügel mit Hämolymphe unter Druck zu setzen10. Über die verschiedenen Mechanismen, die an diesem Prozess beteiligt sind (außer bei Drosophila), ist relativ wenig bekannt2, aber die potenziellen Anwendungen eines verbesserten Verständnisses der Flügelausdehnung reichen von kleinen, biomedizinischen Geräten bis hin zu großen, sich autonom entfaltenden Satelliten-Solarmodulen.

Jedes Flugverhalten geflügelter Insekten, vom Raub bis zur Bestäubung, ist auf funktionierende Flügel angewiesen. In einer Zeit, in der die Insektenpopulationen und -vielfalt aufgrund von Industrialisierung, Klimawandel und Krankheiten massiv zurückgehen, werden zusätzliche Untersuchungen der lebenden Netzwerke innerhalb der komplexen, aber fragilen Insektenflügel unser Verständnis der einzigartigen Rolle, die diese Strukturen spielen, nur verbessern der äußere Druck, der ihre Funktionsfähigkeit beeinträchtigen kann.

Von USDA (Sydney, Montana) erhaltene Nymphen (2.–4. Stadium) wurden bei 30–35 °C (16:8 h Lichtzyklus) gehalten und gemäß den USDA-Aphis-Genehmigungen (Nr.: P526P-16-04590) aufgezogen. Sobald die Nymphen geschlüpft waren, wurden die erwachsenen Tiere in einem separaten Gehege untergebracht. Erwachsene wurden regelmäßig mit Römersalat gefüttert, der sowohl Nahrung als auch Wasser lieferte.

Zur Vorbereitung auf die Fluoreszenzmikroskopie wurde erwachsener S. americana kurz mit Kohlendioxid betäubt und mit der Bauchseite nach oben platziert. Mit einer Insektennadel wurde ein kleines Loch (~0,1 mm2) in das zweite oder dritte Abdomensegment gebohrt. 6–10 μl einer Mischung fluoreszierender grüner Partikel (Thermo Scientific; Dichte 1,05 g/cm3; Fluoreszenz 589 nm) wurden mit einer 2,5 μm-Glasspritze (Hamilton Co., Spritzenmodell Nr. 62, Ref. 87942, Reno, NV) mit einem gezogenen Borosilikatkapillarröhrchen als Nadel (Abb. 2a). Diese Mischung enthielt neutral schwimmfähige Polystyrolpartikel der Größen 3 und 6 µm.

Die Mischung ermöglichte die Beobachtung der Strömung sowohl bei großen als auch bei kleinen Fokusabständen (Abb. 2). Nach der Injektion wurde S. americana schnell mit Modelliermasse fixiert, sodass das lebende Insekt in Ruhe bleiben konnte, ohne sich zu bewegen oder sich selbst zu verletzen. Vorder- und Hinterflügel wurden gespreizt und in einer ebenen Position zwischen zwei Glasobjektträgern (7,5 × 5 cm) eingeklemmt, was eine Flughaltung mit ausgestreckten Flügeln simulierte und eine Visualisierung des Hämolymphflusses ermöglichte (Abb. 2). Aufgrund des offenen Kreislaufsystems des Insekts (Abb. 1b, c) flossen die injizierten Partikel problemlos mit der Hämolymphe und es wurde beobachtet, wie sie sich in die Pumporgane, den Körper und die Gliedmaßen hinein und aus ihnen heraus bewegten21. Da einige Partikel an Gewebe im Körper und in den Flügeln hängen blieben, haben wir nur Partikel gemessen, die sich eindeutig frei mit der Strömung bewegten, was auch bei Hämozyten zu sehen ist (Zusatzfilm 1). Wir haben verlangsamte Partikel und solche, die ihre Richtung umkehrten, gemessen, was die Pulsatilität in der Strömung widerspiegelt. Um eine übermäßige Belastung einer Heuschrecke zu vermeiden, wurden die Experimente 5–10 Minuten nach der Partikelinjektion für 3–4 Stunden durchgeführt.

Die Partikelbewegung wurde bei acht erwachsenen S. americana (ca. 3–5 Monate alt) mit einem Fluoreszenzmikroskop (Zeiss AxioZoom V16 Zoom, mit Zeiss-Software) am Harvard Center for Biological Imaging (Cambridge, MA) erfasst. Aufgrund von Fokusbeschränkungen, Partikelgrößen und Klarheit der Äderung konnte nicht mehr als ein Drittel des Flügels gleichzeitig betrachtet werden (~300 mm2 für den Hinterflügel und 10–50 mm2 für den Vorderflügel). Daher wurden Filme kachelförmig über die Spannweite und die Flügelsehne des Flügels aufgenommen (Abb. 2c) und nacheinander von der Flügelbasis bis zur Flügelspitze abgebildet. Theoretisch könnte ein Partikel vom Flügelscharnier bis zur Flügelspitze und wieder zurück verfolgt werden, aber in der Praxis beschränkten Sichtbarkeit, Bildrate und Dateisparzeit die Verfolgungsentfernung einzelner Partikel auf kleinere Abschnitte innerhalb des Flügels. Die Bildraten lagen zwischen 10 und 100 Bildern pro Sekunde, wobei höhere Bildraten erforderlich waren, um schnelle Strömungen an den Flügelherzen und Vorderkantenvenen aufzulösen.

Die momentane Position von etwa 800 Partikeln aus 228 Aufnahmen von 8 einzelnen erwachsenen Heuschrecken wurde identifiziert und für Geschwindigkeitsberechnungen quantifiziert. Der Flügel war in Abschnitte unterteilt: Vorderkante, Membran, Flügelspitze, Gitter und Hinterkante. Diese basierten auf der Aderanordnung und ermöglichten die Mittelung von Daten für bestimmte Flügelregionen. Der Membranbereich befindet sich innerhalb der Vorderkante, ist jedoch aufgrund der Ansammlung von Hämolymphe in diesem Membransinus strukturell bemerkenswert. Wir haben zwei Methoden verwendet, um Partikel zu verfolgen. Zunächst wurde eine manuelle und halbautomatische Verfolgung mit einem MATLAB-basierten Punktverfolgungsprogramm (DLTdv5)36 durchgeführt. Zweitens verwendeten wir benutzerdefinierte multiparametrische Partikelverfolgungsalgorithmen, die aus früheren Arbeiten übernommen wurden48,49,50,51. Die Hintergrundsubtraktion wurde zunächst auf jedes Bild in der Zeitreihe angewendet, um niedrige Kontrastverhältnisse zu beheben und ungleichmäßige räumliche Beleuchtungsniveaus auszugleichen. Es wurde eine bildweise lineare Intensitätsanpassung angewendet, sodass 1 % der gesamten Pixel gesättigt waren, was den zeitlichen Fluoreszenzabfall aufgrund von Photobleichung erklärt. Für jedes Pixel wurde eine lokale Hesse-Matrix der Intensität berechnet und die Partikel wurden durch negative λ2-Werte in den Hesse-Eigenkarten markiert. Ein dynamisches Erosionsverfahren mit adaptiver Schwelle wurde verwendet, um jeden Intensitätspeak aller analysierten Partikel zu identifizieren. Anschließend wurde ein Dilatationsverfahren verwendet, um die Grenzen der identifizierten Peaks zu erweitern, bis die Kursgrenze jedes Partikels erfasst wurde. Abschließend wurde die grobe Segmentierung wieder auf die ursprüngliche Auflösung abgebildet und verfeinert. Die Verfeinerungsexpansion stoppte entweder, wenn die Pixelintensität unter 25 % der Spitzenintensität innerhalb des Partikels fiel oder wenn sie die von einem Canny-Filter erkannten Kanten erreichte52. Dieser Algorithmus identifiziert die wahrscheinlichste Übereinstimmung zwischen Partikeln, indem er zusätzlich zum klassischen Kriterium des nächsten Nachbarn die Eigenschaften jedes Partikels (Helligkeit, Fläche, Durchmesser und Ausrichtung) als Tracking-Parameter berücksichtigt. Durchflussdaten und alle dazugehörigen Datenfilme sind auf Anfrage erhältlich.

Partikelflugbahnen wurden identifiziert, in einem normalisierten Flügelkoordinatensystem platziert und in fünf Flügelregionen (Abb. 3b, c) und Hauptkörperregionen (Abb. 2c) kategorisiert. Trajektorien mit weniger als 25 Datenpunkten wurden aus dem Hauptdatensatz entfernt. Geschwindigkeitsdaten wurden in MATLAB unter Verwendung einer gleitenden Mittelwertfunktion (Matlab movmean) mit einer Fensterlänge von 5 geglättet. Über die fünf Flügelregionen hinweg (Abb. 4), Momentangeschwindigkeit (maximal und median), durchschnittliche Venenradien, Pulsfrequenz, Péclet Zahl, Reynolds-Zahl, Pulsfrequenz und Womersley-Zahl wurden berechnet. Die Momentangeschwindigkeit (Vinstant, mm/s) quantifiziert, wie schnell sich Partikel durch eine Region bewegen; Maximale und mittlere Geschwindigkeiten wurden ebenfalls berechnet, um einen Bereich der Partikelbewegung (über die momentane Zeit) darzustellen. Der Venenradius wurde anhand eines Durchschnitts von 25 Venendurchmessern innerhalb einer Flügelregion bestimmt. Die Pulsfrequenz (f, Hz) misst die Pulsatilität der Strömung, wobei die Anzahl der Spitzen in einer Geschwindigkeitskurve (über die Zeit) als Hinweis auf die Periodizität verwendet wurde (siehe Beispieldiagramm in Abb. 4e). Um Spitzen zu identifizieren, wurden Geschwindigkeitsspuren anhand der Maximalgeschwindigkeit normalisiert und dann wurden Spitzen mithilfe der MATLAB-Funktion „findpeaks“ und einem Schwellenwert von 0,3 erkannt, wodurch die offensichtlichste Pulsatilität erfasst wurde. Die Péclet-Zahl spiegelt das Verhältnis von viskosen Strömungen zu diffusivem Transport wider. Die Reynolds-Zahl gibt das Verhältnis der Trägheitskräfte zu den Kräften der viskosen Flüssigkeit an. Die Womersley-Zahl erkennt die Bedeutung der Pulsatilität für die viskosen Effekte in einer Strömung. Die verwendeten Gleichungen lauten wie folgt:

Dabei sind die Punkte (xi,yi) und (xi+1,yi+1) die momentanen Flugbahnpunkte, durch die sich ein gegebenes Teilchen bewegt, timei ist das momentane Zeitintervall in Sekunden, ρ ist die Dichte von Wasser, μ ist die dynamische Viskosität von Wasser, r ist der durchschnittliche Radius pro Flügelregion (Werte im Code online zu finden), f ist die durchschnittliche Pulsfrequenz pro Flügelregion und DO2 ist der Diffusionskoeffizient von Sauerstoff in Wasser bei 0,000018*(1*10−4). Für die dynamische Viskosität der Hämolymphe haben wir 0,0010518 Pa s bei 18 °C verwendet.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Datenfilme sind auf Anfrage erhältlich. Trackingdaten sind unter https://doi.org/10.5281/zenodo.7637483 verfügbar.

Der für die Datenanalyse verwendete Code wurde zuvor geschrieben48,49,50,51. Matlab-Analysecode, Tracking-Daten und Parameterdateien finden Sie unter https://github.com/maryksalcedo/wingflow_grasshoppers.git.

Salcedo, MK & Socha, JJ Zirkulation in Insektenflügeln. Integr. Komp. Biol. 60, 1208–1220 (2020).

Artikel PubMed Google Scholar

Pass, G. Jenseits der Aerodynamik: Die entscheidenden Rollen des Kreislauf- und Luftröhrensystems bei der Aufrechterhaltung der Flügelfunktionalität von Insekten. Arthropodenstruktur. Entwickler 47, 391–407 (2018).

Artikel PubMed Google Scholar

Pass, G., Tögel, M., Krenn, H. & Paululat, A. Die Kreislauforgane von Insektenflügeln: Paradebeispiele für die Entstehung evolutionärer Neuheiten. Zool. Anz. 256, 82–95 (2015).

Artikel Google Scholar

Gullan, PJ & Cranston, PS The Insects: An Outline of Entomology (John Wiley & Sons, 2014).

Chapman, R. The Insects: Structure and Function, 5. Aufl. (Cambridge University Press, 2012).

Fabian, J. et al. Systematische Charakterisierung von Flügelmechanosensoren, die Luftströmung und Flügelverformungen überwachen. Iscience 25, 104150 (2022).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Arnold, JW Blutzirkulation in Insektenflügeln. Mem. Entomol. Soc. Dürfen. 96, 5–60 (1964).

Artikel Google Scholar

Tsai, C.-C. et al. Körperliche und Verhaltensanpassungen, um eine Überhitzung der lebenden Flügel von Schmetterlingen zu verhindern. Nat. Komm. 11, 1–14 (2020).

Artikel Google Scholar

Elliott, C. Die Expansion von Schistocerca gregaria an der Imaginalekdysis: die mechanischen Eigenschaften der Kutikula und der Innendruck. J. Insect Physiol. 27, 695–704 (1981).

Artikel Google Scholar

Reynolds, SE Integration von Verhalten und Physiologie in der Ecdysis. In Advances in Insect Physiology, (Hrsg. Berridge, MJ Treherne, JE & Wigglesworth, VB) Bd. 15, 475–595 (Academic Press, 1980).

Miller, A. Struktur des Trommelfellorgans der Grünen Florfliege (Chrysopa carnea, Neuroptera). J. Morphol. 131, 359–382 (1970).

Artikel Google Scholar

Wang, Y., Yin, Y., Zheng, G. & Yao, H. Antriebsmechanismus des Flügelschlagmusters der Libelle für die Flüssigkeitszirkulation im Flügel. Anim. Biol. 71, 85–101 (2021).

Artikel Google Scholar

Schmitz, H. & Wasserthal, LT Antennen-Thermorezeptoren und Flügel-Thermosensitivität heliothermer Schmetterlinge: ihre mögliche Rolle im thermoregulatorischen Verhalten. J. Insect Physiol. 39, 1007–1019 (1993).

Artikel Google Scholar

Donoughe, S., Crall, JD, Merz, RA & Combes, SA Resilin in Libellen- und Damselfly-Flügeln und seine Auswirkungen auf die Flügelflexibilität. J. Morphol. 272, 1409–1421 (2011).

Artikel PubMed Google Scholar

Appel, E., Heepe, L., Lin, C.-P. & Gorb, SN Ultrastruktur der Flügeladern einer Libelle: Verbundstruktur aus faserigem Material ergänzt durch Resilin. J. Anat. 227, 561–582 (2015).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wainwright, SA, Biggs, W., Gosline, J. & Currey, J. Mechanical Design in Organisms. (Princeton University Press, Princeton, NJ, 1982).

Buchen Sie Google Scholar

Dirks, J.-H. & Taylor, D. Bruchzähigkeit der Heuschreckenkutikula. J. Exp. Biol. 215, 1502–1508 (2012).

Artikel PubMed Google Scholar

Dudley, R. Die Biomechanik des Insektenfluges: Form, Funktion. Evolution (Princeton University Press, 2002).

Wasserthal, LT Antagonismus zwischen Hämolymphtransport und Trachealventilation in einem Insektenflügel (Attacus atlas L.). J. Comp. Physiol. B: Biochem. Syst. Umgebung. Physiol. 147, 27–40 (1982).

Artikel Google Scholar

Wasserthal, LT Hämolymphe fließt in den Flügeln von Pierid-Schmetterlingen, sichtbar gemacht durch Vitalfärbung (Insecta, Lepidoptera). Zoomorphology 103, 177–192 (1983).

Artikel Google Scholar

Chintapalli, RTV & Hillyer, JF Hämolymphzirkulation in Fluganhängen von Insekten: Physiologie des Flügelherzens und Kreislauffluss in den Flügeln der Mücke, Anopheles gambiae. J. Exp. Biol. 219, 3945–3951 (2016).

Sun, J., Ling, M., Wu, W., Bhushan, B. & Tong, J. Der hydraulische Mechanismus der Entfaltung der Hinterflügel bei Dorcus titanus platymelus (Ordnung: Coleoptera). Int, J. Mol. Wissenschaft. 15, 6009–6018 (2014).

Artikel PubMed Google Scholar

Hillyer, JF, Barreau, C. & Vernick, KD Die Effizienz der Speicheldrüseninvasion durch Malaria-Sporozoiten wird durch die schnelle Zerstörung der Sporozoiten im Hämocoel der Mücke kontrolliert. Int. J. Parasitol. 37, 673–681 (2007).

Artikel PubMed Google Scholar

Hillyer, JF & Strand, MR Hämozytenvermittelte Immunantworten durch Mücken. Curr. Meinung. Insektenwissenschaft. 3, 14–21 (2014).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Song, Z., Tong, J., Yan, Y., Wu, W. & Sun, J. Auswirkungen von Mikroflüssigkeit in den Venen der entfaltbaren Hinterflügel des Asiatischen Marienkäfers auf die Flugleistung. Berechnen. Biol. Med. 121, 103817 (2020).

Arnold, J. Eine Anmerkung zum Pterostigma bei Insekten. Dürfen. Entomol. 95, 13–16 (1963).

Artikel Google Scholar

Zhang, C., Adler, PH & Kornev, KG Insektenlösungen für offene selbstreinigende Mikrofluidik. Adv. Mater. Schnittstellen 6, 1901516 (2019).

Artikel Google Scholar

Chatterjee, K., Graybill, PM, Socha, JJ, Davalos, RV & Staples, AE Frequenzspezifische, ventillose Flusskontrolle in insektenmimetischen Mikrofluidikgeräten. Bioinspir. Biomim. 16, 036004 (2021).

Artikel Google Scholar

Rahamim, V. & Azagury, A. Biotechnologisch hergestellte biomimetische und bioinspirierte nichtinvasive Arzneimittelverabreichungssysteme. Adv. Funktion. Mater. 31, 2102033 (2021).

Smith, C., Herbert, R., Wootton, R. & Evans, K. Der Hinterflügel der Wüstenheuschrecke (Schistocerca gregaria Forskal): Ii. mechanische Eigenschaften und Funktion der Membran. J. Exp. Biol. 203, 2933–2943 (2000).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Weis-Fogh, T. & Jensen, M. Biologie und Physik des Heuschreckenfluges. ich. Grundprinzipien des Insektenfluges: eine kritische Überprüfung. Philos. Trans. R. Soc. London. Ser. B Biol. Wissenschaft. 239, 415–458 (1956).

Google Scholar

Weis-Fogh, T. Biologie und Physik des Heuschreckenfluges ii. Flugleistung der Wüstenheuschrecke (Schistocerca gregaria). Philos. Trans. R. Soc. London. Ser. B Biol. Wissenschaft. 239, 459–510 (1956).

Google Scholar

Bennet-Clark, H. Die Energetik des Sprunges der Heuschrecke Schistocerca gregaria. J. Exp. Biol. 63, 53–83 (1975).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Harrison, JF et al. Wie Heuschrecken atmen. Physiologie 28, 18–27 (2013).

Artikel PubMed Google Scholar

Comstock, JH Die Flügel der Insekten: Eine Darstellung der einheitlichen Terminologie der Flügeladern von Insekten und eine Diskussion der allgemeineren Merkmale der Flügel der verschiedenen Insektenordnungen (Comstock Publishing Company, 1918).

Hedrick, TL Softwaretechniken für zwei- und dreidimensionale kinematische Messungen biologischer und biomimetischer Systeme. Bioinspir. Biomim. 3, 034001 (2008).

Artikel PubMed Google Scholar

Smart, J. Die Flügeladerung der Wanderheuschrecke (Locusta migratoria Linn.) (Insecta: Acridiidae). Proz. Zoological Society of London.123, 207–217 (1953).

Rajabi, H., Dirks, J.-H. & Gorb, SN Insektenflügelschäden: Ursachen, Folgen und Kompensationsmechanismen. J. Exp. Biol. 223, jeb215194 (2020).

Artikel PubMed Google Scholar

Kovalev, A., Filippov, A. & Gorb, SN Langsame viskoelastische Reaktion von Resilin. J. Comp. Physiol. A 204, 409–417 (2018).

Artikel CAS Google Scholar

Krenn, HW & Pass, G. Morphologische Diversität und phylogenetische Analyse der Flügelkreislauforgane bei Insekten, Teil I: Nicht-Holometabola. Zoology 98, 7–22 (1994).

Google Scholar

Norberg, R. Å Das Pterostigma der Insektenflügel ist ein Trägheitsregulator der Flügelneigung. J. Comp. Physiol. 81, 9–22 (1972).

Artikel Google Scholar

Chandran, K., Rittgers, S. & Yoganathan, A. Biofluid Mechanics: The Human Circulation, 2. Aufl. Internationale Reihe von Monographien zur Physik (CRC Press, 2012).

Lee, W.-K. & Socha, JJ Direkte Visualisierung des Hämolymphflusses im Herzen einer Heuschrecke (Schistocerca americana). BMC Physiol. 9, 1–11 (2009).

Artikel Google Scholar

Pendar, H., Aviles, J., Adjerid, K., Schoenewald, C. & Socha, JJ Funktionelle Kompartimentierung im Hämocoel von Insekten. Wissenschaft. Rep. 9, 6075 (2019).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Wootton, R. Funktionelle Morphologie von Insektenflügeln. Annu. Rev. Entomol. 37, 113–140 (1992).

Artikel Google Scholar

Wootton, R. Unterstützung und Verformbarkeit in Insektenflügeln. J. Zool. 193, 447–468 (1981).

Artikel Google Scholar

Vincent, JFV Deployable Structures in Nature, 37–50 (Springer Vienna, Wien, 2001).

Cardwell, ND, Vlachos, PP & Thole, KA Ein multiparametrischer Partikelpaarungsalgorithmus zur Partikelverfolgung in ein- und mehrphasigen Strömungen. Mess. Wissenschaft. Technol. 22, 105406 (2011).

Artikel Google Scholar

Guo, T., Ardekani, AM & Vlachos, PP Microscale, scannende defokussierende volumetrische Partikelverfolgungsgeschwindigkeitsmessung. Exp. Flüssigkeiten 60, 89 (2019).

Artikel Google Scholar

Jun, BH et al. Fibronektin-exprimierende mesenchymale Tumorzellen fördern die Metastasierung von Brustkrebs. Krebserkrankungen 12, 2553 (2020).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jun, BH, Ahmadzadegan, A., Ardekani, A., Solorio, L. & Vlachos, PP Multi-Feature-basierte robuste Zellverfolgung. Ann. Biomed. Ing. Rev. 51, 604–617 (2023).

Canny, J. Ein rechnerischer Ansatz zur Kantenerkennung. IEEE Trans. Muster Anal. Mach. Intel. 6, 679–698 (1986).

Referenzen herunterladen

Wir danken Dr. Stefan Jaronski (USDA) für seine kontinuierliche Heuschreckenversorgung, durchdachten Diskussionen und Unterstützung sowie Dr. Missy Holbrook für hilfreiche Ratschläge bei der Suche nach einem Modellsystem. Wir danken dem Holbrook-Labor dafür, dass es der Heuschreckenkolonie zwei Jahre lang Platz gegeben und Insektenexperimente in ihrem Pflanzenlabor ermöglicht hat. Wir danken L. Mahadevan für seine Ratschläge, Kommentare und Bearbeitungen während des gesamten Experiments und Prozesses. Wir danken dem Harvard Center for Biological Imaging für die Infrastruktur und Unterstützung, insbesondere Dr. Doug Richardson für seinen Rat und sein zeitliches Training. Wir danken Dr. Siddarth Srinivasan für sein Fachwissen in der Messung biologischer Strömungen und seine Zeit, die er für die Schulung am Mikroskop aufgewendet hat. Wir danken den Mitgliedern des Socha Lab für ihr aufmerksames Feedback und ihre Unterstützung bei der Analyse und beim Schreiben. Ein besonderer Dank geht schließlich an Dr. Jacob Peters für seinen Rat und seine Unterstützung während des gesamten Projekts. Diese Forschung wurde durch zwei Stipendien der US National Science Foundation (NSF) an MKS (NSF GRFP und ein NSF PRFB 1812215) finanziert und teilweise durch NSF 1558052 an JJSMKS unterstützt, teilweise auch durch das NIFA-Stipendium der United States of Agriculture (Auszeichnung: 2022- 67012-37679).

Abteilung für Bio- und Umweltingenieurwesen, Cornell University, Ithaca, NY, USA

Mary K. Salcedo

School of Mechanical Engineering, Purdue University, West Lafayette, IN, USA

Brian H. Jun

Abteilung für Biomedizintechnik und Mechanik, Virginia Tech, Blacksburg, VA, USA

dachte John J.

Abteilung für Organismische und Evolutionsbiologie und Museum für Vergleichende Zoologie, Harvard University, Cambridge, MA, USA

Naomi E. Pierce

Weldon School of Biomedical Engineering, Purdue University, West Lafayette, IN, USA

Pavlos P. Vlachos

Abteilung für Neurobiologie, Physiologie und Verhalten, UC Davis, Davis, CA, USA

Stacey A. Combes

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

MKS konzipierte das Forschungsprojekt, sammelte und analysierte Daten und verfasste das Manuskript. BHJ analysierte Daten, fügte Methoden hinzu und half bei der Bearbeitung des Manuskripts. PPV steuerte Methoden und Manuskriptbearbeitungen bei. SAC, JJS und NEP trugen während des gesamten Projekts wichtige Änderungen und Ratschläge bei.

Korrespondenz mit Mary K. Salcedo.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Communications Biology dankt Hamed Rajabi und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Hauptredakteur: Luke R. Grinham. Peer-Reviewer-Berichte sind verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht durch gesetzliche Vorschriften zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Salcedo, MK, Jun, BH, Socha, JJ et al. Komplexe Hämolymphzirkulationsmuster in den Flügeln von Heuschrecken. Commun Biol 6, 313 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

Zitat herunterladen

Eingegangen: 13. November 2021

Angenommen: 02. März 2023

Veröffentlicht: 23. März 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

Jeder, mit dem Sie den folgenden Link teilen, kann diesen Inhalt lesen:

Leider ist für diesen Artikel derzeit kein Link zum Teilen verfügbar.

Bereitgestellt von der Content-Sharing-Initiative Springer Nature SharedIt

Durch das Absenden eines Kommentars erklären Sie sich damit einverstanden, unsere Nutzungsbedingungen und Community-Richtlinien einzuhalten. Wenn Sie etwas als missbräuchlich empfinden oder etwas nicht unseren Bedingungen oder Richtlinien entspricht, kennzeichnen Sie es bitte als unangemessen.